ЕКСПРЕСІЯ ПРОТЕЇНКІНАЗ D1 І D2 У ПУХЛИННИХ КЛІТИНАХ ХВОРИХ НА РАК МОЛОЧНОЇ ЗАЛОЗИ

Молекулярно-генетичні дослідження в онкології відносяться до пріоритетних напрямків сучасної фундаментальної науки, результати яких знаходять впровадження в клінічній практиці. Визначення молекулярно-генетичних маркерів дозволяє оптимізувати стратегію і тактику індивідуалізованого лі- кування хворих, а також проводити моніторинг його результатів. Одними із нових молекулярних маркерів, що можуть характеризувати ріст та метастазування пухлин, є протеїнкінази D (PKD).

До родини PKD належать серин-треонінкінази PKD1/PKCµ, PKD2 та PKD3/PKCν, які експресуються в клітинах ссавців, мають високу структурну гомологію і схожі за механізмами активації. Нещодавно їх було віднесено до групи кальційкальмодулінзалежних кіназ [1]. Протеїнкінази цієї родини приймають участь у регуляції проліферації клітин, апоптозу, реакцій на оксидативний стрес, адгезії та рухливості клітин [2–6]. Кінази родини PKD регулюють функції клітин шляхом модуляції низки клітинних сигнальних каскадів, асоційованих з протеїнкіназами ERK і JNK. Крім того, PKD регулюють функціонування апарату Гольджі, організацію цитоскелету, епігенетичний контроль експресії генів (організацію хроматина та релокалізацію гістонових деацитилаз), а також активацію ядерного фактора транскрипції NF-κB [7–12].

Участь кіназ родини PKD в регуляції проліферації та функціональної активності клітин викликала зацікавленість онкологів. Так, на моделі раку передміхурової залози встановлено, що Е-кадгерин, який залучений в процес агрегації та адгезії пухлинних клітин, взаємодіє з PKD1 і є її субстратом [6, 13]. Пригнічення активності PKD1 у лініях клітин, що походять з раку простати, призводить до зниження агрегації клітин, і навпаки, гіперекспресія PKD1 підвищує адгезивні та інвазивні властивості клітин [6]. Більш того, кіназний домен PKD1 безпосередньо взаємодіє з бета-катеніном [6, 14] — ще одним представником

кадгерін-катенінового білкового комплексу, який бере участь у Wnt (Wingless type) сигнальному каскаді, асоційованому з проліферацією клітин. Прямим доказом участі PKD1 в процесах клітинної адгезії є блокування процесу фокальної адгезії клітин фібробластів NIH 3T3 як наслідок порушення безпосередньої взаємодії PKD1 з альфа-бета3-інтегрином [15]. На сьогодні існують дані стосовно експресії PKD1 в клі- тинах ліній, що походять з пухлинних клітин хворих на рак молочної залози (РМЗ) [16, 17], які підтверджують участь PKD1 у процесах адгезії злоякісних клі- тин. PKD1 транслокується з цитозоля до мембрани у відповідь на інкубацію клітин лінії MDA-MB-435 з cis-поліненасиченою жирною кислотою (cis-PUFA), що в подальшому приводить до підвищення активності бета-1-інтегринів [17]. Більше того, PKD, кортактин і паксилін формують протеїновий комплекс, утворення якого в інвадоподіях корелює з інвазивним фенотипом пухлинних клітин при РМЗ [17]. У той же час зовсім не вивчена експресія PKD кіназ в первинних пухлинах молочної залози. Метою нашої роботи було вивчення експресії кіназ PKD1 і PKD2 та рівня їх аутофосфорильовання/активації в пухлинних клі- тинах хворих на РМЗ з урахуванням деяких біологічних характеристик злоякісних клітин.

ОБ’ЄКТ І МЕТОДИ ДОСЛІДЖЕННЯ

У роботі були використані операційні зразки пухлин молочної залози 40 хворих віком від 36 до 78 років, які попередньо не отримували протипухлинної терапії і знаходились на лікуванні у науководослідному відділі пухлин молочної залози Інституту онкології АМН України (нині ДУ «Національний інститут раку»). Розподіл досліджених випадків РМЗ проводили з урахуванням гістологічного типу пухлин та ступеня їх диференціації. Найбільшу групу складали 26 хворих на інфільтративний протоковий рак молочної залози (ІП РМЗ). Другою по чисельності була група хворих на інфільтративний дольковий рак мо-

лочної залози (ІД РМЗ) — 9 випадків. 5 випадків виділили в окрему групу інвазивного низькодиференційованого раку молочної залози (ІНД РМЗ). Морфологічні дослідження проводили на парафінових зрізах тканин, забарвлених гематоксилін-еозином. Для з’ясування прогнозу перебігу захворювання важливе значення має визначення ступеня диференціації пухлин (G), який визначали згідно з градацією за Blооm (1957) та Нотінгемською модифікацією за Ellston та Ellis (1991). Низький ступінь диференціації (G3) відзначено у 7 хворих на ІП РМЗ віком від 45 до 71 року. В інших випадках РМЗ встановлено помірний (G2) та високий (G1) ступінь диференціації пухлин. Згідно з TNM-системою класифiкацiї пухлин, затвердженою American Joint Committee on Cancer (AJCC) та International Union Against Cancer (IUAC) у 1989 р., хворі були розподілені наступним чином: T2N1M0 — 23; T2N2M0 — 10; T4N3M0 — 1, T3N1M0,

T2N0M0, T3N2M0 — по 2 хворі.

Оскільки для оцінки рівня експресії та фосфорилювання кіназ в тканинах оптимальним є аналіз цих параметрів в окремих клітинах, нами було використано імуногістохімічний метод. Надзвичайно висока структурна та функціональна гомологія PKD1 та PKD2 не дозволяє диференціювати ці кінази методами імуногістохімії. Тому нами вивчався загальний рівень експресії та аутофосфорилювання/активації кіназ PKD1 та PKD2 (PKD1/2) з використанням антитіл, що розпізнають обидві кінази. Імуногістохімічні дослідження проводили на зразках пухлинної тканини хворих на РМЗ, видаленої під час оперативного втручання, з використанням імунопероксидазного методу та системи візуалізації EnVision («Dako Cytomation», Данія). Реакцію проводили за стандартною методикою на парафінових зрізах [18]. Експресію PKD1/2 та аутофосфорильовану форму цих кіназ визначали за допомогою специфічних кролячих поліклональних антитіл антиPKD1/2 та анти-рPKD1/2, що були люб’язно надані проф. Ван Лінтом (Бельгія) [19].

Оцінку проліферативного потенціалу пухлини проводили із застосуванням МкАТ ІПО-38, які виявляють ядерний антиген проліферуючих клітин [20]. Продукт гена множинної лікарської резистентності Р-глiкопротеїн (P-gp) визначали з використанням МкАТ, клон 4Е3 («Dako Cytomation», Данія). При кожному дослідженні в якості позитивного контролю застосовували МкАТ до цитокератину (ІЕПОР, Україна), а негативного контролю — МкАТ анти-CD45 (ІЕПОР, Україна). Рівень експресії дослі- джуваних кіназ і їх фосфорильованих форм, ядерного антигену проліферуючих клітин та P-gp визначали за інтенсивністю забарвлення продукту імуногістохі- мічної реакції і оцінювали як негативний, низький, помірний або високий. Результат кожної імуногістохімічної реакції обчислювали за кількістю клітин з позитивною реакцією на 1000 клітин досліджуваного зразка і виражали в процентах. Аналіз взаємозв’язку між певними показниками проводили з врахуванням коефіцієнта рангової кореляції Spearman (r).

рЕзуЛЬТаТИ Та Їх ОБГОвОрЕННЯ

Результати імуногістохімічного дослідження експресії PKD1/2 кіназ у зрізах пухлинної тканини хворих на РМЗ свідчать про високий рівень експресії у всіх вивчених випадках незалежно від гістологічного типу пухлини, ступеня злоякісності, віку хворих та стадії захворювання за системою TNM. PKD1/2 була експресована в 50–100% пухлинних клітин, при цьому у 87,5% хворих на РМЗ PKD1/2 виявляли у цитоплазмі 80–100% клітин.

Аналіз результатів імуногістохімічних дослі- джень експресії аутофосфорильованої/активованої PKD1/2 свідчить про гетерогенність показників її експресії у хворих на ІП РМЗ та ІД РМЗ. Нами відзначено 3 типи реакції: відсутність експресії рPKD1/2, або виявлення рPKD1/2 в незначній кількості пухлинних клітин — 5–20% (рисунок, а); інтенсивна позитивна реакція в 50–70% пухлинних клітин (рисунок, б); в абсолютній більшості пухлинних клітин (80–100%) наявне аутофосфорилювання PKD1/2 (рисунок, в). Варіабельність числа клі- тин хворих на РМЗ, що експресують рPKD1/2 в межах від 0 до 100% стала передумовою для визначення значущих клінічних характеристик захворювання та біологічних маркерів клітин, що асоціюються з певною кількістю рPKD1/2+-клітин.

Попередньо в групі хворих на ІП РМЗ не встанов-

лено кореляційного зв’язку між експресією PKD1/2 та рівнем її активації (r = –0,1 p > 0,05). Проте ми вважали за доцільне виділити серед хворих на ІП РМЗ окрему групу пацієнток віком від 42 до 78 років, у яких при дослідженні аутофосфорилювання PKD1/2 реакція була негативною, або кількість рPKD1/2+– пухлинних клітин не перевищувала 20% (34,6% випадків), тоді як кількість PKD1/2+-клітин дорівнювала 50–100%. Зазначимо, що цю групу склали 9 хворих на РМЗ T2N1M0 (33,3%), T2N2M0 (33,3%), T3N1M0

(22,2%) і T4N3M0 (11,2%) стадій. У більшості з них відзначено низький ступінь диференціації пухлин (G3) і лише у 2 (22,2 %) — помірний та високий. При аналізі зразків пухлинної тканини хворих на ІП РМЗ з низькою або відсутньою експресією рPKD1/2 встановлено обернений сильний кореляційний зв’язок між кількістю рPKD1/2+- і PKD1/2+-клітин (r = –0,7) та достовірну різницю між показниками рPKD1/2 і PKD1/2 (p < 0,05). Другу групу склали 17 хворих у віці від 36 до 76 роківна ІПРМЗT2N1M0 (64,7%), T2N2M0

(23,5%), T3N2M0 (11,8%) стадій, у яких при виявленні рPKD1/2 кількість позитивних пухлинних клітин становила 60–100%, а показники експресії PKD1/2 знаходились у діапазоні від 80% до 100%. Треба зазначити, що у всіх досліджених випадках кількість PKD1/2+– клітин завжди перевищувала число рPKD1/2+-клітин. В пухлинах цих хворих були встановлені кореляційний зв’язок між експресією PKD1/2 та рPKD1/2 (r =

–0,6) та достовірна різниця між числом рPKD1/2+– і PKD1/2+-клітин (p < 0,05). Слід зауважити, що в обох групах хворих на ІП РМЗ відзначено різний характер

Рисунок. Імуногістохімічне дослідження експресії рРKD1/2 в пухлинах хворих на ІП РМЗ (а, б, в) (х 400) та ІНД РМЗ (г) (х 200); експресії ядерного антигену проліферуючих клітин (д) (х 200) та P-gp (е) (х 200) в пухлинних клітинах хворих на ІП РМЗ

росту пухлин — солідний, папілярний та скірозний, проте залежності експресії PKD1/2 та рPKD1/2 від гістологічної будови ІП РМЗ не встановлено. У всіх досліджуваних випадках у лімфоцитах, які інфільтрують пухлину, нами констатовано позитивну реакцію з антитілами анти-рPKD1/2 та анти-PKD1/2.

Експресію рPKD1/2 в пухлинних клітинах хворих (віком від 37 до 58 років) на ІД РМЗ T2N1M0 і T2N2M0 стадій виявляли в 20–100% клітин. Зазначимо, що у 8 з 9 пацієнток з ІД РМЗ, для якого є характерним більш сприятливий перебіг захворювання (порівняно з ІНД та ІП РМЗ), в 60–100% пухлинних клітин відзначено високий рівень експресії рPKD1/2. Лише в 1 випадку аутофосфорилювання PKD1/2 виявлено лише в 20% клітин. Враховуючи те, що кількість PKD1/2+-клітин при ІД РМЗ становила 70–

100%, була виявлена пряма кореляційна залежність між PKD1/2 та рPKD1/2 (r = 0,55, p > 0,05).

Найменш чисельну групу в наших дослідженнях склали хворі віком від 46 до 62 років, у яких було діагностовано ІНД РМЗ (стадії T1N1M0 та T2N1M0). Результати імуногістохімічних досліджень показали, що у 4 хворих пухлинні клітини не містять фосфорильовану по сайту аутофосфорилювання PKD1/2 (рисунок, г), тоді як експресія PKD1/2 виявлена в 80–100% клітин. Лише в 1 випадку кількість рPKD1/2+-клітин становила 20%. Аналіз кореляційних зв’язків між експресією PKD1/2 та рPKD1/2 в пухлинних клітинах хворих на ІНД РМЗ показав обернену високу кореляційну залежність (r = –0,8), хоча різниця між цими показниками була недостовірною (p > 0,05), що можливо обумовлено невеликою кількістю досліджуваних випадків.

Таким чином, аналіз одержаних результатів імуногістохімічних досліджень показав, що рівень експресії рPKD1/2 у пухлинних клітинах хворих на РМЗ не залежить від віку хворих та стадії пухлинного процесу. Варіабельність показників рPKD1/2 залежить від гістологічного варіанта РМЗ та ступеня диференціації пухлини. Встановлено, що PKD1/2 знаходиться у неактивному (нефосфорильованому стані) у пухлинних клітинах хворих на ІНД та ІП РМЗ з низьким ступенем диференціації.

Оскільки в експериментальних системах in vitro був виявлений зв’язок між активністю PKD1/2 та сигнальними каскадами, що регулюють проліферацію клі- тин, нами був проведений аналіз рівня аутофосфорилювання PKD1/2 з урахуванням експресії ядерного антигену проліферуючих клітин, що визначається МкАТ ІПО-38. МкАТ ІПО-38, так як і антитіла до антигену проліферуючих клітин Кі-67, розпізнають антиген, який не експресується у клітинах, що знаходяться в Go-фазі клітинного циклу. Проте, на відміну від Кі-67, МкАТ ІПО-38 реагують з клітинами, які перебувають на ранній G1-фазі клітинного циклу [21]. Результати досліджень по визначенню експресії ядерного антигену проліферуючих клітин свідчать про варіабельність кількості ІПО-38+-клітин у межах кожного гістологічного варіанта РМЗ від 0 до 100%. Так, у групі хворих на ІП РМЗ у 4 випадках виявлена негативна реакція, в 10 випадках число позитивних клітин коливалось від 10 до 50%, ав 12 випадках кількість позитивних клітин була вищою за 50% (рисунок, д). Зазначимо, що у хворих на ІП РМЗ з низьким ступенем диференціації пухлин (G3) більшість пухлинних клітин не взаємодіяли з МкАТ ІПО-38: у 5 з 7 хворих позитивна реакція відзначена в 0–30% клітин та у 2 випадках — в 50% клітин. Саме в клітинах хворих цієї групи не було виявлено аутофосфорилювання PKD1/2 і коефіцієнт рангової кореляції між цими показниками становив r = –0,79 (p < 0,05). У всіх інших хворих на ІП РМЗ у пухлинах не встановлено зв’язку між кількістю ІПО-38+-клітин, ступенем диференціації злоякісних клітин та активацією PKD1/2. У пухлинних клітинах хворих на ІНД та ІД РМЗ також відзначена гетерогенність показників експресії антигену, що визначається МкАТ ІПО-38 від 0 до 100%. У цих гістологічних групах хворих кількість ІПО-38+-клітин також не залежала від стадії пухлинного процесу. Як було зазначено вище, у хворих на ІНД РМЗ і у хворих на ІП РМЗ, що мали низький ступінь диференціації клітин, у більшості випадків не відзначали аутофосфорилювання PKD1/2. Проте, на відміну від хворих на ІП РМЗ (ступінь диференціації G3), серед хворих на ІНД РМЗ у 3 спостереженнях кількість ІПО-38+-клітин становила 70–100% клітин, а у 2 — 0% та 20%. Таким чином, загальний аналіз результатів імуногістохімічних дослі- джень свідчить про відсутність кореляційної залежності між активацією PKD1/2 в пухлинних клітинах хворих на РМЗ та експресією ядерного антигену проліферуючих клітин, що визначається МкАТ ІПО-38 (r = –0,11). На сьогодні існують різні думки відносно

доцільності визначення в якості незалежного прогностичного маркера для хворих на РМЗ експресії антигену проліферуючих клітин Кі-67 [22–25]. Рівень експресії цього антигену в пухлинних клітинах хворих на РМЗ не асоціюється зі швидкістю росту пухлини та метастазів [26, 27]. Слід враховувати ще й те, що частина Кі-67+-клітин елімінується шляхом апоптозу ще до їх вступу в мітоз [28]. Результати наших досліджень також є свідченням того, що визначення ядерного антигену проліферуючих клітин недоцільно використовувати в якості самостійного прогностичного маркера при РМЗ, оскільки показники його експресії не корелюють з гістологічним типом РМЗ, стадією пухлинного процесу. Проте характеристика проліферативного потенціалу пухлини поряд з іншими молекулярними маркерами при РМЗ може сприяти подальшій індивідуалізації схем лікування.

Існує ряд прямих та опосередкованих дока-

зів зв’язку Р-глiкопротеїну (P-gp), продукту гена MDR1, з кіназами родини РКС [28]. Показано, що в клітинах лінії MCF-7/AdrR, резистентної до доксорубіцину, Р-gp копреципітує з 5 ізоферментами родини РКС і, можливо, є субстратом цих кіназ [29]. Вважають, що фосфорилювання цього білка модулює його функції як трансмембранного транспортера. Більш того, виявлена кореляція між рівнем експресії деяких ізоформ РКС та підвищеним рівнем експресії MDR1-регульованих генів [29].

Хоча кінази родини PKD не копреципітують з

Р-gp [29], ці кінази також є субстратами різних ізоферментів родини РКС і, можливо, існує зв’язок між фосфорилюванням PKD та експресією Р-gp. Для перевірки цього припущення нами був проаналізований рівень аутофосфорилювання PKD1/2 в пухлинних клітинах хворих на РМЗ з урахуванням експресії Р-gp. Експресія P-gp була виявлена в пухлинних клітинах 9 із 39 досліджених випадків, з них в 6 — ІП РМЗ (рисунок, е) та 3 — ІД РМЗ. Для всіх P-gp-позитивних випадків характерним був високий відсоток пухлиних клітин (> 50%) з високим рівнем аутофосфорилювання PKD1/2. В P-gp-негативних випадках РМЗ у 15 хворих експресію рPKD1/2 спостерігали в 50–100% клітин, у 5 хворих — в 10–20% клітин та у 10 хворих не відзначено позитивної реакції. Таким чином, у результаті наших досліджень не встановлено достовірну кореляцію між показниками рPKD1/2 та P-gp (r = –0,30, p > 0,05).

вИСНОвКИ

1. Експресія PKD1/2 у пухлинних клітинах хворих на РМЗ не залежить від гістологічного типу пухлини, ступеня диференціації, віку хворих та стадії процесу.

2. Варіабельність показників аутофосфорилювання/активації PKD1/2 обумовлена гістологічним варіантом РМЗ та ступенем диференціації пухлини. Відсутність або наявність експресії рPKD1/2 не більше ніж в 20% злоякісних клітин хворих на РМЗ корелює з низьким ступенем диференціації пухлини та більш агресивним перебігом захворювання.

3. Не виявлено кореляції між рівнем активації PKD1/2 та експресією як ядерного антигену проліферуючих клітин, що визначається МкАТ ІПО38, так і Р-gp.

ЛІТЕраТура

1. Manning G, Whyte DB, Martinez R, et al. The protein kinase complement of the human genome. Science 2002; 298 (5600): 1912–34.

2. Sidorenko SP, Law CL, Klaus SJ, et al. A Protein kinase C mu (PKC mu) associates with the B cell antigen receptor complex and regulates lymphocyte signaling. Immunity 1996; 5 (4): 353–63.

3. Matthews SA, Rozengurt E, Cantrell D. Protein kinase D. A selective target for antigen receptors and a downstream target for protein kinase C in lymphocytes. J Exp Med 2000; 191 (12): 2075–82.

4. Storz P, Toker A. NF-kappaB signaling-an alternate pathway for oxidative stress responses. Cell Cycle 2003; 2 (1): 9–10.

5. Storz P, Toker A. Protein kinase D mediates a stress-induced NF-kappaB activation and survival pathway. Embo J 2003; 22 (1): 109–20.

6. Jaggi M, Rao PS, Smith DJ, et al. E-cadherin phosphorylation by protein kinase D1/protein kinase C{mu} is associated with altered cellular aggregation and motility in prostate cancer. Cancer Res 2005; 65 (2): 483–92.

7. Van Lint J, Rykx A, Maeda Y, et al. T Protein kinase D: an intracellular traffic regulator on the move. Trends Cell Biol 2002; 12 (4): 193–200.

8. VanLint JV, Rykx A, Vantus T, Vandenheede JR. Gettingtoknow protein kinase D. Int J Biochem Cell Biol 2002; 34 (6): 577–81.

9. Hurd C, Waldron RT, Rozengurt E. Protein kinase D complexes with C-Jun N-terminal kinase via activation loop phosphorylation and phosphorylates the C-Jun N-terminus. Oncogene 2002; 21 (14): 2154–60.

10. Baron CL, Malhotra V. Role of diacylglycerol in PKD recruitment to the TGN and protein transport to the plasma membrane. Science 2002; 295 (5553): 325–8.

11. Dequiedt F, Van Lint J, Lecomte E, et al. Phosphorylation of histone deacetylase 7 by protein kinase D mediates T cell receptor-induced Nur77 expression and apoptosis. J Exp Med 2005; 201: 793–804.

12. Parra M, Kasler H, McKinsey TA, et al. Protein kinase D1 phosphorylates HDAC7 and induces its nuclear export after T-cell receptor activation. J Biol Chem 2005; 280: 13762–70.

13. Yap AS. The morphogenetic role of cadherin cell adhesion molecules in human cancer: a thematic review. Cancer Invest 1998; 16 (4): 252–61.

14. Jaggi M, Du C, Zhang W, Balaji KC. Protein kinase D1: a protein of emerging translational interest. Front Biosci 2007; 12: 3757–67.

15. Woods AJ, White DP, Caswell PT, Norman JC. PKD1/ PKCmu promotes alphavbeta3 integrin recycling and delivery to nascent focal adhesions. EMBO J 2004; 23 (13): 2531–43.

16. Brändlin I, Eiseler T, Salowsky R, Johannes FJ. Protein kinase C(mu) regulation of the JNK pathway is triggered

1. Сидоренко СП, Шлапацкая ЛН, Ветрова ЕП и др. Моноклональные антитела ИПО-38 к ядерному антигену пролифирирующих клеток. Эксп онкология 1994; 16 (2–3): 145–50.

2. Lopez F, Mikhalap S, Belloc F, et al. Comparison of three monoclonal antibodies (Ki-67, MIB1, IPO-38) for flow cytometric identification of proliferating cells. Biol Cell 1994; 79: 234–5.

3. Ahlin C, Aaltonen K, Amini RM, et al. Ki67 and cyclin A as prognostic factors in early breast cancer. What are the optimal cut-off values? Histopathology 2007; 4: 491–8.

4. Dowsett M, Smith IE, Ebbs SR, et al. Prognostic value of Ki67 expression after short-term presurgical endocrine therapy for primary breast cancer. J Natl Cancer Inst 2007; 99 (2): 167–70.

5. Yamashita H, Toyama T, Nishio M, et al. p53 protein accumulation predicts resistance to endocrine therapy and decreased post-relapse survival in metastatic breast cancer. Breast Cancer Res 2006; 8 (4): R48.

6. Martínez-Arribas F, Núñez MJ, Piqueras V, et al. Flow cytometry vs Ki67 labelling index in breast cancer: a prospective evaluation of 181 cases. Anticancer Res 2002; 22: 295–8.

7. Rew DA, Campbell ID, Taylor I, Wilson GD. Proliferation indices of invasive breast carcinomas after in vivo 5-bromo-2′- deoxyuridine labelling: a flow cytometric study of 75 tumours. Br J Surg 1992; 79 (4): 335–9.

8. Stanton PD, Cooke TG, Forster G, et al. Smith D, Going JJ Cell kinetics in vivo of human breast cancer. Br J Surg 1996; 83 (1): 98–102.

9. Jalava P, Kuopio T, Juntti-Patinen L, et al. Ki67 immunohistochemistry: a valuable marker in prognostication but with a risk of misclassification: proliferation subgroups formed based on Ki67 immunoreactivity and standardized mitotic index. Histopathology 2006; 48 (6): 674–82.

10. Yang JM, Chin KV, Hait WN. Interaction of P-glycoprotein with protein kinase C in human multidrug resistant carcinoma cells. Cancer Res 1996; 56 (15): 3490–4.

via phosphoinositide-dependent kinase 1 and protein kinase

C(epsilon). J Biol Chem 2002; 277 (47): 45451–7.

1. Palmantier R, George MD, Akiyama SK, et al. Cis- polyunsaturated fatty acids stimulate beta1 integrin-mediated adhesion of human breast carcinoma cells to type IV collagen by activating protein kinases C-epsilon and -mu. Cancer Res 2001; 61 (6): 2445–52.

2. Kovalevska LM, Yurchenko OV, Shlapatska LM, et al. Immunohistochemical studies of protein kinase D (PKD) 2 expression in malignant human lymphomas. Exp Oncol 2006; 28 (3): 225–30.

3. Van Lint J, Sinett-Smith JV, Rozengurt JE. Expression and characterization of PKD, a phorbol ester and diacylglycerol- stimulated serine protein kinase. J Biol Chem 1995; 270: 1455–61.