РІВЕНЬ ТРАНСМЕМБРАННОГО ПОТЕНЦІАЛУ МІТОХОНДРІЙ ТА ІНТЕНСИВНІСТЬ НАПРАЦЮВАННЯ ВІЛЬНОРАДИКАЛЬНИХ СПОЛУК У ЛІМФОЦИТАХ ХВОРИХ НА РАК ЕНДОМЕТРІЮ

DOI: 10.32471/oncology.2663-7928.t-24-1-2022-g.10202

Втрата потенціалу мітохондріальної мембрани є критичною подією у клітині та її вступом до апоптозу у зв’язку з утворенням активних форм кисню (АФК) [1]. Показано кореляцію між показниками трансмембранного потенціалу (ТМП) мітохондрій, виділених з лімфоцитів периферичної крові (ЛПК) людини, та продукцією АФК і виникненням нітрозативного стресу [2]. Значне та тривале підвищення ТМП, що супроводжується зростанням продукції АФК, може призводити до пошкодження мітохондріальної мембрани, втрати її функцій та, як наслідок, загибелі клітини.

У багатьох дослідженнях показано зв’язок між змінами ТМП мітохондрій, надлишковою продукцією АФК та загибеллю клітин під дією токсичних речовин або у разі розвитку різних захворювань. Так, зниження ТМП, накопичення АФК та посилення апоптозу спостерігалося у разі дії мікотоксину дезоксиніваленолу, хлорбензолів, оксиду миш’яку. При цьому індукцію апоптозу пов’язують із АФК- залежною активацією каспаз, зниженням регуляції Bcl-2 і Bcl-x(L), а також підвищенням експресії Bax [3, 4, 5]. Також знижений рівень ТМП і підвищену інтенсивність утворення АФК зафіксовано у ЛПК хворих на хронічну серцеву недостатність [6], мітохондріальна активність знижена і у пацієнтів з розсіяним склерозом [7]. Однак за активації продукції АФК мітохондріями не завжди спостерігається зниження поляризації мітохондріальної мембрани. У ЛПК пацієнтів із системним червоним вовчаком на фоні збільшення вироблення АФК, зниження внутрішньоклітинного рівня глутатіону, цитоплазматичного підлужування і виснаження АТФ, навпаки, спостерігалася гіперполяризація мембран мітохондрій [8].

Аналіз результатів змін ТМП та продукції АФК у ЛПК показав, що ці показники є незалежними преди­кторами повторної госпіталізації пацієнтів з розсіяним склерозом [7], існує перспектива їх використання в якості біомаркерів при захворюванні на червоний вовчак [8]. Також моніторинг рівня ТМП у ЛПК може бути одним з корисних маркерів для оцінки ступеня післяопераційного стресу для імунної системи [9].

У значній кількості досліджень показано, що за дії іонізуючого випромінювання спостерігається значне посилення утворення АФК та активних форм азоту, пов’язане зі змінами у функціонуванні мітохондрій та поляризації їх мембрани [10–12]. Тому значний інтерес представляють зміни цих показників при застосуванні променевої терапії (ПТ), яка є одним з найефективніших способів лікування пацієнтів онкологічного профілю. За даними фахівців, більше половини хворих на рак у процесі лікування проходять ПТ. Однак необхідно звертати увагу на те, що, незважаючи на сприятливу терапевтичну дію на пухлинні клітини та конформну стратегію ПТ, частина незмінених клітин з оточення пухлини неодмінно зазнає опромінення, що може викликати ряд побічних ефектів та зумовити розвиток ранніх та віддалених променевих ускладнень, у тому числі вторинного раку [13–15].

При ПТ необхідна рання діагностика, моніторинг і лікування захворювань, пов’язаних з її застосуванням, а також виявлення онкологічних хворих, для яких характерний найвищий ризик розвитку ускладнень, з метою відповідної корекції процесу лікування [16]. Значний інтерес у якості об’єкта для досліджень представляють ЛПК, які є найбільш радіочутливими клітинами людини та визнані біодозиметрами/біоіндикаторами дії опромінення [17].

Слід зазначити, що успішній ПТ хворого перешкоджають дві основні причини — радіорезистентність пухлинних клітин та радіаційне пошкодження нормальних тканин і клітин, що знаходяться в полі дії іонізуючого випромінювання. Ці обмеження вимагають розробки засобів для радіосенсибілізації пухлинних клітин або захисту нормальних тканинних клітин від опромінення [18]. У цьому аспекті значний інте­рес представляє метформін (МФ). На культурі ЛПК здорових людей показано, що МФ збільшував відсоток життєздатних клітин після впливу радіації, що супроводжувалось значним зменшенням аберацій хромосом, зниженням частоти апоптозу, також препарат зменшував викликані дією іонізуючого випромінення зміни експресії генів BAX, CASP3 і BCL2 [19, 20]. Радіозахисні властивості МФ були виявлені у пацієнтів з раком щитовидної залози, що отримували терапію із застосуванням радіоактивного 131I [21]. Подібні позитивні ефекти МФ пов’язані з дією АФК були виявлені у разі токсичного впливу метилгліоксалю [22], розвитку діабетичної периферичної нейропатії [23], запаленнях печінки при неалкогольній жировій хворобі [24]. У дослідженнях на пухлинних клітинах, навпаки, показано, що МФ сприяє їх загибелі шляхом активації утворення АФК [25–27]. Протилежні результати отримано щодо впливу МФ на макрофаги. Одні автори повідомляють про те, що внаслідок підвищення концентрації внутрішньоклітинного кисню і за рахунок впливу на АМФ-активовану протеїнкіназу (AMP activated protein kinase — AMPK) та інгібування транскрипційного ядерного фактора kB (nuclear factor kappa-light-chain-enhancer of activated B cells — NF-kB) препарат змінює фенотип пухлино-асоційованих макрофагів М2 до фенотипу М1 [28]. Однак іншими дослідниками показано, що МФ селективно інгібує диференціювання моноцитів людини в прозапальні макрофаги M1, не пригнічуючи їх диференціювання в протизапальні макрофаги M2. Більше того, МФ інгібує процес продукування АФК макрофагами М2 за дії ліпополісахариду E. coli [29].

Метою дослідження було визначити зміни ТМП та продукції вільнорадикальних сполук (ВР — АФК та активних форм азоту сумарно) у ЛПК хворих на рак ендометрію (РЕ) — до та після початку проведення брахітерапії (БТ) та за дії МФ ex vivo.

ОБ’ЄКТ І МЕТОДИ ДОСЛІДЖЕННЯ

Роботу виконано на зразках периферичної крові 22 хворих на РЕ (поширеного онкологічного захворювання, що знаходиться на третьому місці в структурі захворюваності на злоякісні новоутворення у жінок згідно з Національним канцер-реєстром 2019–2020 рр. [30]) до початку проведення променевої або/та хіміотерапії. Для частини хворих, яким було призначено БТ, забір та аналіз зразків крові проводили також через добу після першого сеансу опромінення в дозі 6 Гр. У якості контролю було використано кров 13 умовно здорових осіб (УЗО). Відповідно до принципів проведення біомедичних досліджень у обстежених було отримано інформовану згоду на участь у дослідженні. Для забору зразків крові використовували стандартні стерильні пробірки Vacutainer («F.L. Medical», Італія) об’ємом 6 мл з антикоагулянтом Li-гепарин. Транспортування та зберігання зразків крові проводили за температури 3–5 °С. Клініко-морфологічну характеристику обстежених хворих представлено в табл. 1.

У частину зразків крові додавали розчин МФ (1,1-діметилбігуанід гідрохлорид, Santa Cruz Biotechnology, Inc.) у фосфатному фізіологічному буферному розчині pH 7,4 (PBS) у фінальній концентрації 2 та 20 мМ за 1 год до початку виділення ЛПК.

Виділення ЛПК виконували на Histopaque-1077 (Sigma-Aldrich) згідно з інструкцією виробника (BioReagent) [31]. Кров (2 мл) розводили PBS у співвідношенні 1:1, після чого нашаровували на 3 мл Histopaque-1077 та центрифугували при 400 g упродовж 40 хв за температури 18–20 °С та відбирали кільце з лімфоцитами. Клітини відмивали 2,5 мл PBS 2 рази з перемішуванням та осадженням при 400 g протягом 10 хв. Відмиті клітини розводили 2,0 мл PBS, підраховували кількість життєздатних клітин за стандартною методикою з суправітальним фарбуванням трипановим синім (Sigma) [32] та доводили концентрацію лімфоцитів до 1,0 млн/мл.

Визначення ТМП у ЛПК проводили з використанням барвника JC-1 [33, 34] з деякими модифікаціями [35]. Вимірювання флуоресценції (lex = 485 нм, lem = 528 нм та lex = 485 нм, lem = 590 нм) проводили на рідері Sinergy НТ (США). Вміст лунки планшета — 100 мкл суспензії клітин, інкубованих із барвником (100 мкл інтактних ЛПК без фарбування JC‑1 в якості контролю). Рівень ТМП підраховували за співвідношенням інтенсивності червоного (lem = 590 нм) та зеленого (lem = 528 нм) забарвлення клітин (590 нм/528 нм).

Визначення інтенсивності продукції ВР у ЛПК проводили з використанням флуоресцентного зонду дихлоро-флуоресцеїн-діацетату (DCFH‑DA) [36, 37] з деякими модифікаціями [35]. Флуоресценцію (lex = 485 нм, lem = 528 нм) вимірювали з використанням рідера Sinergy НТ. Для підрахунків використовували значення вимірювань на проміжку інкубації клітин 30–90 хв. Результати перераховували у мМ пероксиду водню на 1000 кл. за год (мМ/тис. клітин/год) за калібрувальною кривою.

Статистичну обробку результатів проводили згідно з [38] з використанням програм «MS Excel» та «OriginPro 2019». Для оцінки наявності достовірної різниці між окремими групами використовували t‑критерій Ст’юдента для незалежних і парних вибірок та критерій Манна — Уітні. Під час кореляційного аналізу — критерій Спірмена. Відмінності вважали достовірними за р ≤ 0,05.

РЕЗУЛЬТАТИ ТА ЇХ ОБГОВОРЕННЯ

Рівень ТМП у ЛПК обстеженої групи хворих на РЕ був у 1,24 раза вищим, а інтенсивність продукції ВР, навпаки, була у 1,58 раза нижчою ніж у УЗО контрольної групи (табл. 2), причому максимальне значення ТМП у хворих на РЕ перевищувало максимальне значення в групі УЗО у 1,42 раза, а  максимальне значення продукції ВР було у 2,0 рази нижчим. Однак, відмінності між групами не були достовірними у зв’язку з високою варіабельністю досліджуваних показників — коефіцієнти варіації становили відповідно 0,819 і 0,877 для ТМП та 0,592 і 0,819 — для ВР. Проведення першого сеансу БТ, а також введення в зразки крові МФ суттєво не на середній рівень значень ТМП та інтенсивність продукції ВР у ЛПК (табл. 2).

Поділ хворих на РЕ на підгрупи (табл. 3) показав наявність тенденції до підвищення рівня ТМП та продукції ВР у ЛПК з розвитком хвороби (за класифікацією TNM).

Так, порівняно з хворими стадії T1aN0M0 у хворих T1вN0M0 рівень ТМП на інтенсивність продукції ВР у ЛПК були вищими відповідно у 1,21 та 1,53 раза, а у пацієнтів зі стадіями захворювання T2–T4 у 1,53 та 2,32 раза. Однак, відмінності були недостовірними, що пов’язано як зі значною варіабельністю досліджених показників, так і з невеликою кількістю обстежених — 3 хворих у підгрупі T1a та 6 хворих у підгрупі T2–T4. Значних змін у значеннях показників під час поділу обстежених хворих на підгрупи за ступенем диференціювання пухлини (G2 та G3) не спостерігалося. Оскільки було показано, що CD8+ Т-лімфоцити з низьким ТМП характеризуються поліпшеним метаболізмом, більшою тривалістю життя та підвищеною протипухлинною активністю [39], а мезенхімальні клітини-попередники серця із низьким ТМП мають більш високий потенціал самовідновлення [40], можна зробити припущення, що зростання ТМП у ЛПК обстежених хворих на РЕ є негативним показником. Про це свідчать і результати модельного дослідження, в якому виявлено, що зниження ТМП є одним з показників набуття раковими клітинами радіорезистентності [41].

Виходячи з того, що тривале зростання ТМП призводить до надлишкового утворення активних форм кисню, пошкодження мітохондріальної мембрани та загибелі клітин, було проаналізовано наявність кореляції між рівнями ТМП та продукцією ВР у ЛПК обстежених хворих на РЕ та УЗО, а також вплив на зв’язок між цими показниками МФ.

Для контрольної групи УЗО не було виявлено достовірного кореляційного зв’язку між рівнем ТМП та інтенсивністю продукції ВР — коефіцієнт кореляції (r) становив лише 0,341. Внесення в зразки крові МФ призводило до зниження коефіцієнта кореляції до r = 0,280 за концентрації препарату 2 мМ і r = -0,115 за 20 мМ (рис. 1).

У обстежених хворих на РЕ спостерігалася інша картина. Зв’язок між ТМП і продукцією ВР був достовірним. До початку променевої терапії r = 0,428 (рис. 2), а через добу після опромінення в дозі 6 Гр (перший сеанс БТ) кореляція між показниками була ще вищою r = 0,615 (рис. 3).

Таким чином, можна зробити висновок про наявність більш тісного зв’язку між рівнем ТМП та продукцією ВР у ЛПК хворих на РЕ, особливо на початку проведення БТ. Це свідчить про те, що ТМП поряд з такими показниками, як вміст малонового діальдегіду, утворення двониткових розривів ДНК та аберацій хромосом із застосуванням тест-опромінення зразків крові хворих до початку лікування [42], може бути використаним для прогнозу виникнення окисного стресу та виявлення пацієнток з високим ризиком ускладнень уже на початку терапевтичного опромінення хворих на РЕ.

Введення МФ у зразки крові пацієнтів з РЕ мало ефект, подібний до того, що спостерігався для УЗО групи контролю (див. рис. 2 та рис. 3). Кореляція між рівнем ТМП та інтенсивністю продукції ВР ставала меншою, особливо за використання препарату у вищій із застосованих концентрацій 20 мМ — у випадку крові хворих на РЕ до початку променевої терапії вона була відсутньою (r = -0,080), а через добу після проведення БТ залишалася достовірною (r = 0,594). Зменшення зв’язку між рівнем ТМП та продукцією ВР у ЛПК за впливу МФ, що спостерігалося як для ЛПК хворих на РЕ, так і УЗО групи контролю, ймовірно, пов’язане з пригніченням функціонування мітохондріального комплексу I та, як наслідок, зменшенням утворення АФК у мітохондріях [43, 44].

ВИСНОВКИ

1. У хворих на РЕ спостерігається тенденція до зниження ТМП у ЛПК та підвищення продукції цими клітинами ВР.

2. У хворих на РЕ стадії Т2–Т4 за ТNM рівень ТМП та продукції ВР підвищені у порівнянні з пацієнтами стадії Т1.

3. На відміну від контрольної групи УЗО у хворих на РЕ рівень ТМП у ЛПК достовірно корелює з продукцією ВР, і цей зв’язок стає більш тісним після першого сеансу БТ.

4. Застосування МФ ex vivo зменшує зв’язок між рівнем ТМП у ЛПК та продукцією клітинами ВР. Ефект дії препарату був більш вираженим при застосуванні його в більш високій концентрації 20 мМ.

СПИСОК ВИКОРИСТАНОЇ ЛІТЕРАТУРИ

1. Ding YY, Luan JJ, Fan Y, et al. α-Mangostin reduced the viability of A594 cells in vitro by provoking ROS production through downregulation of NAMPT/NAD. J Cell Stress Chaperones 2020; 25 (1): 163–172. doi: 10.1007/s12192-019-01063-2.
2. Doherty E, Perl A. Measurement of mitochondrial mass by flow cytometry during oxidative stress. React Oxyg Species (Apex) 2017; 4 (10): 275–83. doi: 10.20455/ros.2017.839.
3. Ren Z, Wang Y, Deng H, et al. Deoxynivalenol induces apoptosis in chicken splenic lymphocytes via the reactive oxygen species-mediated mitochondrial pathway. Environ Toxicol Pharmacol 2015; 39 (1): 339–46. doi: 10.1016/j.etap.2014.11.028.
4. Michałowicz J, Mokra K, Rosiak K, et al. Chlorobenzenes, lindane and dieldrin induce apoptotic alterations in human peripheral blood lymphocytes (in vitro study). Environ Toxicol Pharmacol 2013; 36 (3): 979–88. doi: 10.1016/j.etap.2013.08.014.
5. Gupta S, Yel L, Kim D, et al. Arsenic trioxide induces apoptosis in peripheral blood T lymphocyte subsets by inducing oxidative stress: a role of Bcl-2. Mol Cancer Ther 2003; 2 (8): 711–9.
6. Song B, Li T, Chen S, et al. Correlations between MTP and ROS levels of peripheral blood lymphocytes and readmission in patients with chronic heart failure. Heart Lung Circ 2016; 25(3): 296–302. doi: 10.1016/j.hlc.2015.09.004.
7. Armon-Omer A, Neuman H, Sharabi-Nov A, et al. Mitochondrial activity is impaired in lymphocytes of MS patients in correlation with disease severity. Mult Scler Relat Disord 2020; 41:102025. doi: 10.1016/j.msard.2020.102025.
8. Perl A, Gergely P Jr, Banki K, et al. Mitochondrial dysfunction in T cells of patients with systemic lupus erythematosus. Int Rev Immunol 2004; 23 (3-4): 293–313. doi: 10.1080/08830180490452576.
9. Takabayashi A, Kanai M, Kawai Y, et al. Change in mitochondrial membrane potential in peripheral blood lymphocytes, especially in natural killer cells, is a possible marker for surgical stress on the immune system. World J Surg 2003; 27 (6): 659–65. doi: 10.1007/s00268-003-6926-7.
10. Leach JK, Van Tuyle G, Lin PS, et al. Ionizing radiation-induced, mitochondria-dependent generation of reactive oxygen/nitrogen. Cancer Res 2001; 61 (10): 3894–901.
11. Yamamori T, Yasui H, Yamazumi M, et al. Ionizing radiation induces mitochondrial reactive oxygen species production accompanied by upregulation of mitochondrial electron transport chain function and mitochondrial content under control of the cell cycle checkpoint. Free Radic Biol Med 2012; 53(2): 260–70. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2012.04.033.
12. Saenko Y, Cieslar-Pobuda A, Skonieczna M, et al. Changes of reactive oxygen and nitrogen species and mitochondrial functioning in human K562 and HL60 cells exposed to ionizing radiation. Radiat Res 2013; 180 (4): 360–6. doi: 10.1667/RR3247.1.
13. Farhood B, Goradel NH, Mortezaee K, et al. Melatonin as an adjuvant in radiotherapy for radioprotection and radiosensitization. Clin Transl Oncol 2019; 21 (3): 268–79. doi: 10.1007/s12094-018-1934-0.
14. Mun GI, Kim S, Choi E, et al. Pharmacology of natural radioprotectors. Arch Pharm Res 2018; 41 (11): 1033–50. doi: 10.1007/s12272-019-01194-1.
15. Suit H, Goldberg S, Niemierko A, et al. Secondary carcinogenesis in patients treated with radiation: a review of data on radiation-induced cancers in human, non-human primate, canine and rodent subjects. Radiat Res 2007; 167 (1): 12–42. doi: 10.1667/RR0527.1.
16. Martin OA, Martin RF. Cancer Radiotherapy: Understanding the Price of Tumor Eradication. Front Cell Dev Biol 2020; 8: 261. doi: 10.3389/fcell.2020.00261.
17. Domina EA. Radiogenic cancer: Epidemiology and primary prevention. Kiyv: Naukova Dumka, 2016. 196 p. (in Russian).
18. Maier P, Hartmann L, Wenz F, et al. Cellular Pathways in Response to Ionizing Radiation and Their Targetability for Tumor Radiosensitization. Int J Mol Sci 2016; 17 (1): 102. doi: 10.3390/ijms17010102.
19. Cheki M, Shirazi A, Mahmoudzadeh A, et al. The radioprotective effect of metformin against cytotoxicity and genotoxicity induced by ionizing radiation in cultured human blood lymphocytes/ Mutat Res Genet Toxicol Environ Mutagen 2016; 809: 24–32. doi: 10.1016/j.mrgentox.2016.09.001.
20. Kolivand S, Motevaseli E, Cheki M, et al. The anti-apoptotic mechanism of metformin against apoptosis induced by ionizing radiation in human peripheral blood mononuclear cells. Klin Onkol Fall 2017; 30 (5): 372–9. doi: 10.14735/amko2017372.
21. Bikas A, Van Nostrand D, Jensen K, et al. Metformin attenuates 131i-induced decrease in peripheral blood cells in patients with differentiated thyroid cancer. Thyroid 2016; 26 (2): 280‑6. doi: 10.1089/thy.2015.0413.
22. Wang G, Wang Y, Yang Q, et al. Metformin prevents methylglyoxal-induced apoptosis by suppressing oxidative stress in vitro and in vivo. Cell Death Dis 2022; 13 (1): 29. doi: 10.1038/s41419-021-04478-x.
23. Haddad M, Eid S, Harb F, et al. Activation of 20-HETE synthase triggers oxidative injury and peripheral nerve damage in type 2 diabetic mice. J Pain; S1526-5900(22)00048-7. doi: 10.1016/j.jpain.2022.02.011.
24. Yasmin T, Rahman MM, Khan F, et al. Metformin treatment reverses high fat diet- induced non-alcoholic fatty liver diseases and dyslipidemia by stimulating multiple antioxidant and anti-inflammatory pathways. Biochem Biophys Rep 2021; 28:101168. doi: 10.1016/j.bbrep.2021.101168.
25. Zhao Y, Luo Q, Mo J, et al. Metformin in combination with JS-K inhibits growth of renal cell carcinoma cells via reactive oxygen species activation and inducing DNA breaks. J Cancer 2020; 11 (13): 3701–12. doi: 10.7150/jca.36372.
26. Zhao B, Luo J, Wang Y, et al. Metformin suppresses self-renewal ability and tumorigenicity of osteosarcoma stem cells via reactive oxygen species-mediated apoptosis and autophagy. Oxid Med Cell Longev 2019; 2019: 9290728. doi: 10.1155/2019/9290728.
27. Wandee J, Prawan A, Senggunprai L, et al. Metformin sensitizes cholangiocarcinoma cell to cisplatin-induced cytotoxicity through oxidative stress mediated mitochondrial pathway. Life Sci 2019; 217: 155–163. doi: 10.1016/j.lfs.2018.12.007.
28. Kurelac I, Umesh Ganesh N, Iorio M, et al. The multifaceted effects of metformin on tumor microenvironment. Semin Cell Dev Biol 2020; 98: 90–97. doi: 10.1016/j.semcdb.2019.05.010.
29. Nassif RM, Chalhoub E, Chedid P, et al. Metformin inhibits ROS production by human M2 macrophages via the activation of AMPK. J Biomedicines 2022; 10 (2): 319. doi: 10.3390/biomedicines10020319.
30. Fedorenko Z, Michailovich Yu, Goulak L, et al. Cancer in Ukraine, 2018–2019. Bulletin of National cancer registry of Ukraine. Кiyv: National cancer institute of Ukraine 2020; 21: 116 p (in Ukrainian).
31. Product Information Histopaque®-1077 Hybri-Max™ (H8889) (https://www.sigmaaldrich.com/content/dam/sigma-aldrich/docs/Sigma/Product_Information_Sheet/2/h8889pis.pdf).
32. Bokunyaeva NI, Zolotnitskaya RP. Handbook of clinical laboratory research methods. Moscow: Medicine, 1975. 384 p. (in Russian).
33. Sivandzade F, Bhalerao A, Cucullo L. Analysis of the mitochondrial membrane potential using the cationic JC-1 dye as a sensitive fluorescent probe. Bio Protoc 2019; 9 (01): e3128. doi:10.21769/BioProtoc.3128.
34. MitoPT^® JC-1 Assay Manual. ImmunoChemistry Technologies, LLC. #F18-911-8-G, 8 p. (http://www.immunochemistry.com).
35. Glavin OA, Domina EA, Mikhailenko VM, et al. Metformin as a modifier of the oxidative state of peripheral blood and the viability of human lymphocytes under the influence of ionizing radiation. Oncology 2020; 22 (1–2): 84–91 (in Ukrainian).
36. Yao K, Wu W, Wang KJ, et al. Electromagnetic noise inhibits radiofrequency radiation-induced DNA damage and reactive oxygen species increase in human lens epithelial cells. Mol Vis 2008; 14: 964–9.
37. Tarpey MM, Wink DA, Grisham MB. Methods for detection of reactive metabolites of oxygen and nitrogen: in vitro and in vivo considerations. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 2004; 286 (3): R431–44. doi: 10.1152/ajpregu.00361.2003.
38. Lakin GF. Biometrics. M.: Publishing House « Vysshaya shkola», 1990. 352 p. (in Russian).
39. Sukumar M, Liu J, Mehta GU, et al. Mitochondrial Membrane Potential Identifies Cells with Enhanced Stemness for Cellular Therapy. Cell Metabolism 2016; 23 (1): 63‑76. doi: 10.1016/j.cmet.2015.11.002.
40. Gambini E, Martinelli I, Stadiotti I, et al. Differences in Mitochondrial Membrane Potential Identify Distinct Populations of Human Cardiac Mesenchymal Progenitor Cells. Int J Mol Sci 2020; 21 (20): 7467. doi: 10.3390/ijms21207467.
41. Kuwahara Y, Tomita K, Roudkenar MH, et al. Decreased mitochondrial membrane potential is an indicator of radioresistant cancer cells. Life Sciences. 2021; 286:120051. doi: 10.1016/j.lfs.2021.120051.
42. Domina EA, Makovetska LI, Hrinchenko OO, et al. Practical approaches to the detection of patients with endometrial cancer with an increased risk of complications of radiation therapy based on predictors of radiosensitivity of cells from the tumor environment. Guidelines. «DIA». Kyiv, 2021. 28 p. (in Ukrainian).
43. Yu X, Mao W, Zhai Y, et al. Anti-tumor activity of metformin: from metabolic and epigenetic perspectives. Oncotarget 2017; 8 (3): 5619–28. doi: 10.18632/oncotarget.13639.
44. Murphy MP. How mitochondria produce reactive oxygen species. Biochem J 2009; 417(1): 1–13. doi: 10.1042/BJ20081386.

Адреса для листування:
Главін О.А.
03022, Київ, вул. Васильківська, 45
Інститут експериментальної патології,
онкології і радіобіології iм. Р.Є. Кавецького НАН України
E­-mail: veterok61@ukr.net
Одержано: 5.05.2022