РЕГУЛЯТОРНА РОЛЬ ОРНІТИНДЕКАРБОКСИЛАЗИ В АДИПОГЕНЕЗІ

DOI: 10.32471/oncology.2663-7928.t-22-3-2020-g.9072

Орнітиндекарбоксилаза (OДК) є найбільш ретельно вивченою піридоксаль 5′-фосфатзалежною декарбоксилазою. Механізм її реакції можна вважати прототипом дії декарбоксилаз основних амінокислот [1, 2]. OДК каталізує лімітуючу стадію біосинтезу поліамінів (ПА) [3], тобто декарбо­ксилування L-орнітину, проміжної сполуки циклу сечовини, з утворенням путресцину (рисунок) [4]. Ця реакція є стадією обмеження швидкості синтезу путресцину та природних ПА, спермідину та сперміну, які були пов’язані з багатьма процесами, що мають вирішальне значення для росту, поділу та диференціювання клітин. ОДК є гомодимером, а активна форма ферменту — димер із двома активними центрами, розміщеними на межі розділу субодиниць [3]. Рівні ПА жорстко регулюються, а експресія ОДК контролюється за допомогою індукції транскрипції різними факторами та механізмом деградації білка. Білок ОДК має надзвичайно короткий період напіввиведення (20–30 хв) [5], і його деградація здійснюється шляхом зв’язування білка-антизиму з мономером OДК, який пригнічує ферментативну активність і спрямовує його до протеасоми 26S, де здійснюється протеоліз без потреби убіквітування [3, 6–8]. Індукція транскрипції OДК відбувається у відповідь на гормони, фактори росту та сполуки-­промотори пухлини, ген OДК є безпосередньою мішенню онкогена c-Myc [3].

ОДК, МЕТАБОЛІЗМ ЛІПІДІВ, ДИФЕРЕНЦІАЦІЯ ТА ПРОЛІФЕРАЦІЯ АДИПОЦИТІВ

Ожиріння — зростаюча проблема здоров’я в усьому світі — пов’язане з багатьма захворюваннями, такими як діабет II типу, інсульт, серцево-судинні захворювання та рак [9–11]. При ожирінні підвищене споживання калорій викликає надлишок жиру, що зберігається в адипоцитах, які збільшуються за розміром (гіперплазія) і кількістю (гіпертрофія). Дані досліджень свідчать про те, що зміни вмісту жирової тканини (ЖТ) супроводжують зміни енергетичних затрат організму. Таким чином, маса тіла може регулюватися споживанням та витратами енергії.

ЖТ є активним ендокринним органом і основ­ним запасом енергії організму. Надмірне накопичення жиру призводить до вивільнення жирних кислот у кровообіг з адипоцитів. Основним запасом енергії у вищих еукаріотів є тріацилгліцерин у білій ЖТ. При зростанні енергетичних затрат або змінах харчового стану ліполіз в адипоцитах, що регулюється за допомогою гормональних та біохімічних сигналів, зростає.

Дійсно, норми використання та зберігання палива регулюються пулами ацетил-коензиму А (ацетил-КоА) та малонілкоензиму А (малоніл-КоА). У разі обмеженої кількості палива глікоген розщеплюється на глюкозу, а гліколіз регулюється за допомогою активації АМФ-активованої протеїнкінази. Коли рівень глюкози підвищується, накопичення ацетил-КоА можна швидко виправити за рахунок збільшення ацетилування ПА. В одному циклі обміну ПА використовуються два фрагменти ацетил-КоА. Ці фрагменти можуть бути використані для ацетилування ПА. Ацетильовані форми ПА виводяться із сечею, тому ацетил-КоА не може використовуватися для накопичення надмірної енергії у вигляді жиру. 2 молекули ацетил-КоА мають еквівалент 24 молекул аденозинтрифосфорної кислоти. Більше того, підвищене ацетилування ПА зменшує доступність ацетил-КоА для синтезу малоніл-КоА та збільшує окиснення жирних кислот.

Надмірна маса тіла асоціюється з фізіологічними механізмами, що стосуються контролю відкладення/мобілізації жиру. Давно відомо, що ПА, зокрема спермін та спермідин, стимулюють утворення жирового тріацилгліцерину шляхом активації кількох ферментів, включаючи sn-гліцерол-3-фосфат-ацилтранферазу, Mg²⁺-залежну фосфатилат-фосфогідролазу та діацилгліцеролацилтрансферазу [12]. Крім того, встановлено, що при фізіологічних концентраціях (як спермін, так і спермідин) пригнічують ліполіз, пригнічуючи циклічні рівні аденозинмонофосфату, і полегшують транспорт глюкози, що супроводжується регульованим перетворенням глюкози в тріацилгліцерини в адипоцитах гладких щурів (лінія Zucker) із наявним цукровим діабетом [13]. Порівняння худих і гладких щурів (лінія Zucker) продемонструвало підвищення концентрації сперміну та спермідину, що супроводжувалося збільшенням активності різних синтетичних ферментів тріацилгліцерину [12]. Вивчена регуляторна роль ПА в адипогенезі й показано, що ці сполуки необхідні на початку адипогенного процесу [14].

Потрібно відзначити наявність суперечливих відомостей про вплив, який зумовлюють підвищені концентрації ПА на масу ЖТ і метаболічні процеси. З одного боку, надходження екзогенних ПА в організм асоційоване з рядом позитивних ефектів. Так, екзогенний спермін сприяв кращій утилізації глюкози, окисненню жирів і зменшенню маси тіла у мишей [15]. Лікування у мишей ожиріння, викликаного дієтою з високим вмістом жирів, за допомогою спермідину призводило до зменшення маси тіла, підшкірного і вісцерального жиру, гепатостеатозу, концентрацій тріацилгліцеридів і холестеролу в гепатоцитах і у крові, підвищення толерантності до глюкози та чутливості до інсуліну [16]. Зазначимо, що високі рівні ендогенних ПА пов’язані з рядом патологічних станів. Виявлено, що ожиріння у гладких щурів (лінія Zucker) пов’язане з активацією ферментів синтезу тріацилгліцеролів, яку викликали підвищені концентрації ендогенного сперміну і спермідину [17]. Рівні спермідину в адипоцитах у інсулін-резистентних людей виявилися вищими, ніж у чутливих до інсуліну [18]. Рівні ПА у крові у дітей з ожирінням значно вищі, ніж у дітей з нормальною масою тіла [19].

Відомо, що порушення процесу нормального адипогенезу призводить до надмірного запасання жирів шляхом гіпертрофії адипоцитів [20]. А перевищення функціональних можливостей адипоцитів викликає їх дисфункцію і накопичення жирів у нежирових тканинах. У результаті це призводить до розвитку інсулінорезистентності та метаболічного синдрому. Навпаки, посилення процесів проліферації та диференціювання преадипоцитів, індуковане агоністами активованого пероксисомним індуктором рецептора γ (PPARγ), веде до поліпшення функціонування ЖТ за допомогою контролю метаболізму глюкози [20].

К. Леон та співавтори [21] показали, що зменшення експресії гена Odc1 у дрозофіли призводить до збільшення загальної маси тіла та надмірного накопичення тригліцеридів. Це накопичення ліпідів є результатом збільшення як кількості жирових клітин, так і кількості жиру, що зберігається у клітині, а не внаслідок збільшення споживання їжі.

Процес адипогенезу або утворення ЖТ став краще зрозумілим при дослідженні декількох типів клітин, таких як 3T3-L1, які можуть бути індуковані до диференціювання в адипоцити. Альфа-­дифторметилорнітин (ɑ-DFMO), який є незворотним інгібітором ОДК, запобігає диференціації фібробластів 3T3-L1 на адипоцити [22]. Клітини 3T3-L1, стимульовані інсуліном (ІНС) та ізобутилметилксантином (IБMК), мали значно вищу активність OДК [22]. Показано, що спермідин та спермін імітують дію інсуліну в метаболізмі глюкози в ізольованих адипоцитах щурів [13]. Екзогенне введення сперміну покращує використання глюкози і зменшує масу тіла мишей [15]. На противагу цьому, роль путресцину в метаболізмі глюкози та дії інсуліну залишається суперечливою [13, 23]. Однак встановлено, що шлях путресцину/сперміну регулює активність дихального ланцюга мітохондрій у мишей, що мають пухлину [24].

ПА, будучи необхідними учасниками процесів проліферації та диференціювання, беруть участь у регуляції не тільки кількісних, а й якісних характеристик клітинного складу білої ЖТ, визначаючи кількість і співвідношення білих і бежевих адипоцитів. Активність метаболізму ПА впливає також на обмін ліпідів в адипоцитах, сприяючи регуляції маси ЖТ: прискорення метаболічного потоку ПА через активацію спермідин/спермін-N1-ацетилтрансферази веде до зменшення енергетичних запасів у клітині, а уповільнення — навпаки, до підвищення внутрішньоклітинних концентрацій нейтральних жирів. Більше того, самі ПА, подібно до ряду гормонів, можуть впливати на обмін ліпідів. Нарешті, ПА володіють здатністю пригнічувати глікозилювання і активувати аутофагію, що позитивно впливає на метаболізм ліпідів.

РОЛЬ OДК В НЕОПЛАСТИЧНІЙ ТРАНСФОРМАЦІЇ

ОДК відіграє важливу роль у процесі канцерогенезу. Показано, що ця сполука пов’язана із проліферацією, диференціацією, трансформацією клітин та ангіогенезом. Вперше про зв’язок між високим рівнем ПА та раком повідомили наприкінці 1960-х років Рассел та Снайдер [25], які вимірювали високий рівень активності OДК в регенерованій печінці щурів та у ракових пухлинах людини. Синтез ПА активується при проліферації клітин та при злоякісному рості. Підвищений рівень ПА та/або активності OДК асоціюється з раком молочної залози, товстої кишки, передміхурової залози та шкіри [26–30], а також супроводжує пригнічення апоптозу та експресію генів, що беруть участь в інвазії та метастазуванні [30, 31].

Дерегуляція OДК відбувається у відповідь на різні онкогенні подразники, включаючи промотори раку — 12-O-тетрадеканоїлфорбол-13-ацетат та азбест [32]. OДК регулюється андрогенами, надмірна експресія її гена спостерігається у разі раку передміхурової залози людини [33]. Численні дослідження задокументували зміни в регуляції ОДК під час канцерогенезу на рівні транскрипції, трансляції та деградації білка [3, 34]. Роль OДК у канцерогенезі з’ясована у дослідах з надмірною експресією OДК, яка викликана шляхом трансфекції in vitro та in vivo у трансгенних мишей [35, 36]. Встановлено, що надмірна експресія внутрішньоклітинного неконкурентного інгібітора ОДК-антизиму у транс­генних мишей пригнічує канцерогенез [37–39]. Ці генетичні дослідження підтверджують епідеміологічні дослідження, які зафіксували підвищену експресію та високу активність ОДК при пухлинах товс­тої кишки [40, 41].

Ґрунтуючись на викладеному, зроблено висновок, що ОДК може бути потенційною мішенню для лікарських засобів, спрямованих на лікування пацієнтів із проліферативними захворюваннями.

СПИСОК ВИКОРИСТАНОЇ ЛІТЕРАТУРИ

• 1. Brooks HB, Phillips MA. Characterization of the reaction mechanism for Trypanosoma brucei ornithine decarboxylase by multiwavelength stopped-flow spectroscopy. Biochemistry 1997; 36 (49): 15147–15155.
• 2. Jackson LK, Brooks HB, Osterman AL, et al. Altering the reaction specificity of eukaryotic ornithine decarboxylase. Biochemistry 2000; 39 (37): 11247–11257.
• 3. Pegg AE. Regulation of ornithine decarboxylase. J Biol Chem 2006; 281 (21): 14529–14532.
• 4. Raboni S, Spyrakis F, Campanini B, et al. Pyridoxal 5-phosphate-dependent enzymes: catalysis, conformation, and genomics. Comprehensive Natural Products II: Chemistry and Biology 2010; 7: 273–315.
• 5. Shantz LM, Guo Y, Sawicki JA, et al. Overexpression of a dominant-negative ornithine decarboxylase in mouse skin: effect on enzyme activity and papilloma formation. Carcinogenesis 2002; 23 (4): 657–664.
• 6. Coffino P. Regulation of cellular polyamines by antizyme. Nat Rev Mol cell Biol 2001; 2 (3): 188–194.
• 7. Murakami Y, Matsufuji S, Hayashi S, et al. Degradation of ornithine decarboxylase by the 26S proteasome. Biochem Biophys Res Commun 2000; 267 (1): 1–6.
• 8. Zhang M, Pickart CM, Coffino P. Determinants of proteasome recognition of ornithine decarboxylase, a ubiquitin-independent substrate. EMBO J 2003; 22 (7): 1488–1496.
• 9. Agha M, Agha R. The rising prevalence of obesity: part A: impact on public health. Int J surgery Oncol 2017; 2 (7): e17.
• 10. Bhupathiraju SN, Hu FB. Epidemiology of obesity and diabetes and their cardiovascular complications. Circ Res 2016; 118 (11): 1723–1735.
• 11. Pearson-Stuttard J, Zhou B, Kontis V, et al. Retracted: Worldwide burden of cancer attributable to diabetes and high body-mass index: a comparative risk assessment. The Lancet Diabetes & Endocrinology 2018; 6 (2): 95–104.
• 12. Jamdar SC, Osborne LJ. Glycerolipid biosynthesis in rat adipose tissue: II. Effects of polyamines on Mg2+-dependent phosphatidate phosphohydrolase. Biochim Biophys Acta (BBA)-Lipids Lipid Metab 1983; 752 (1): 79–88.
• 13. Lockwood DH, East LE. Studies of the insulin-like actions of polyamines on lipid and glucose metabolism in adipose tissue cells. J Biol Chem 1974; 249: (24) 7717–7722.
• 14. Brenner S, Bercovich Z, Feiler Y, et al. Dual regulatory role of polyamines in adipogenesis. J Biol Chem 2015; 290 (45): 27384–27392.
• 15. Sadasivan SK, Vasamsetti B, Singh J, et al. Exogenous administration of spermine improves glucose utilization and decreases bodyweight in mice. Eur J Pharmacol 2014; 729: 94–99.
• 16. Gao M, Zhao W, Li C, et al. Spermidine ameliorates non-alcoholic fatty liver disease through regulating lipid metabolism via AMPK. Biochem Biophys Res Commun 2018; 505 (1): 93–98.
• 17. Jamdar SC, Cao WF, Samaniego E. Relationship between adipose polyamine concentrations and triacylglycerol synthetic enzymes in lean and obese Zucker rats. Enzym Protein 1996; 49: 222–230.
• 18. Böhm A, Halama A, Meile T, et al. Metabolic signatures of cultured human adipocytes from metabolically healthy versus unhealthy obese individuals. PLoS One 2014; 9 (4): e93148.
• 19. Codoñer-Franch P, Tavárez-Alonso S, Murria-Estal R, et al. Polyamines are increased in obese children and are related to markers of oxidative/nitrosative stress and angiogenesis. J Clin Endocrinol Metab 2011; 96 (9): 2821–2825.
• 20. Vuohelainen S, Pirinen E, Cerrada-Gimenez M, et al. Spermidine is indispensable in differentiation of 3T3-L1 fibroblasts to adipocytes. J Cell Mol Med 2010; 14 (6b): 1683–1692.
• 21. Leon KE, Fruin AM, Nowotarski SL, et al. The regulation of triglyceride storage by ornithine decarboxylase (Odc1) in Drosophila. Biochem Biophys Res Commun 2020; 523 (2): 429–433.
• 22. Erwin BG, Bethell DR, Pegg AE. Role of polyamines in differentiation of 3T3-L1 fibroblasts into adipocytes. Am J Physiol Physiol 1984; 246 (3): C293–C300.
• 23. Shelepov VP, Chekulaev VA, Pasha-Zade GR. Effect of putrescine on carbohydrate and lipid metabolism in rats. Biomed Sci 1990; 1 (6): 591–596.
• 24. Ushmorov A, Hack V, Dröge W. Differential reconstitution of mitochondrial respiratory chain activity and plasma redox state by cysteine and ornithine in a model of cancer cachexia. Cancer Res 1999; 59 (14): 3527–3534.
• 25. Russell D, Snyder SH. Amine synthesis in rapidly growing tissues: ornithine decarboxylase activity in regenerating rat liver, chick embryo, and various tumors. Proc Natl Acad Sci USA 1968; 60 (4): 1420.
• 26. Cervelli M, Pietropaoli S, Signore F, et al. Polyamines metabolism and breast cancer: state of the art and perspectives. Breast Cancer Res Treat 2014; 148 (2): 233–248.
• 27. Gupta S, Ahmad N, Marengo SR, et al. Chemoprevention of prostate carcinogenesis by α-difluoromethylornithine in TRAMP mice. Cancer Res 2000; 60 (18): 5125–5133.
• 28. Gilmour SK. Polyamines and nonmelanoma skin cancer. Toxicol Appl Pharmacol 2007; 224 (3): 249–256.
• 29. Gerner EW, Bruckheimer E, Cohen A. Cancer pharmacoprevention: Targeting polyamine metabolism to manage risk factors for colon cancer. J Biol Chem 2018; 293 (48): 18770–18778.
• 30. Gerner EW, Meyskens FL. Polyamines and cancer: old molecules, new understanding. Nat Rev Cancer 2004; 4 (10): 781–792.
• 31. Hanahan D, Weinberg RA. The hallmarks of cancer. Cell 2000; 100 (1): 57–70.
• 32. Ahmad N, Gilliam AC, Katiyar SK, et al. A definitive role of ornithine decarboxylase in photocarcinogenesis. Am J Pathol 2001; 159 (3): 885–892.
• 33. Mohan RR, Challa A, Gupta S, et al. Overexpression of ornithine decarboxylase in prostate cancer and prostatic fluid in humans. Clin Cancer Res 1999; 5 (1): 143–147.
• 34. Shantz LM, Levin VA. Regulation of ornithine decarboxylase during oncogenic transformation: mechanisms and therapeutic potential. Amino Acids 2007; 33 (2): 213–223.
• 35. George K, Iacobucci A, Uitto J, et al. Identification of an X-linked locus modifying mouse skin tumor susceptibility. Mol Carcinog Publ Coop with Univ Texas MD Anderson Cancer Cent 2005; 44 (3): 212–218.
• 36. Hayes CS, DeFeo K, Lan L, et al. Elevated levels of ornithine decarboxylase cooperate with Raf/ERK activation to convert normal keratinocytes into invasive malignant cells. Oncogene 2006; 25 (10): 1543–1553.
• 37. Feith DJ, Origanti S, Shoop PL, et al. Tumor suppressor activity of ODC antizyme in MEK-driven skin tumorigenesis. Carcinogenesis 2006; 27: 1090–1098.
• 38. Feith DJ, Shantz LM, Pegg AE. Targeted antizyme expression in the skin of transgenic mice reduces tumor promoter induction of ornithine decarboxylase and decreases sensitivity to chemical carcinogenesis. Cancer Res 2001; 61 (16): 6073–6081.
• 39. Tang X, Kim AL, Feith DJ, et al. Ornithine decarboxylase is a target for chemoprevention of basal and squamous cell carcinomas in Ptch1+/–mice. J Clin Invest 2004; 113 (6): 867–875.
• 40. Giardiello FM, Hamilton SR, Hylind LM, et al. Ornithine decarboxylase and polyamines in familial adenomatous polyposis. Cancer Res 1997; 57 (2): 199–201.41. Luk GD, Baylin SB. Ornithine decarboxylase as a biologic marker in familial colonic polyposis. N Engl J Med 1984; 311 (2): 80–83.

Адреса для листування:
Самойленко О.А.
Інститут експериментальної патології, онкології і радіобіології
iм. Р.Є. Кавецького НАН України
вул. Васильківська, 45, Київ, 03022
E-mail: a-samoilenko@ukr.net

Одержано: 22.09.2020